Cómo se hace la tinción de Ziehl-Neelsen

La tinción de Ziehl-Neelsen (también llamada tinción ácido-alcohol resistente o tinción de bacilos ácido-alcohol resistentes, BAAR) se utiliza principalmente para detectar bacterias del género Mycobacterium, como Mycobacterium tuberculosis, no es especifica para este último. Estas bacterias tienen una pared celular rica en lípidos (particularmente ácido micólico), lo que las hace resistentes a la decoloración con alcohol-ácido.

Materiales necesarios:

Frotis bacteriano fijado al calor (en un portaobjetos)
Colorante de carbol-fucsina
Mechero
Alcohol ácido
Azul de metileno
Agua destilada
Microscopio

Procedimiento:

1. Fijación del frotis:

Fija el frotis al calor (pasa el portaobjetos rápidamente 2–3 veces por la llama del mechero con la muestra hacia arriba) hasta que se seque.

2. Tinción primaria con fucsina fenicada:

Cubre el frotis con fucsina fenicada. Calienta suavemente con un mechero desde abajo hasta que aparezca vapor (no dejes que hierva ni se seque). Haz esto por 3–5 minutos, manteniendo el calor intermitente.

3. Enjuague con agua:

Lava con agua destilada para retirar el exceso de colorante.

4. Decoloración:

Cubre el frotis con alcohol ácido por 30 segundos a 1 minuto. Enjuaga con agua.

5. Contratinción:

Añade azul de metileno por 1 minuto. Lava con agua y deja secar al aire.

6. Observación:

Observa al microscopio con objetivo de inmersión (100x) usando aceite de inmersión.

Resultados esperados:

Bacilos ácido-alcohol resistentes (BAAR): rojo/fucsia intenso (ej. Mycobacterium tuberculosis)
Fondo y otras bacterias: azul. Si el fondo se ve rojizo hay que repetir la tinción.

Observe los Bacilos de color rojizo (BAAR) y el fondo azul. La imagen no es perfecta de libro, pero en la vida real así se pueden llegar a ver 🤣

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